猪细小病毒（Porcine Parvovirus， PPV）作为引发母猪繁殖障碍的首要病原之一，其在全球范围内的广泛流行对养猪业构成了严峻挑战。本文旨在全面梳理猪细小病毒的病原特性、流行病学、发病特点、诊断方法及疫苗应用等方面的全科知识，并结合最新的市场信息与防控产品动态，为猪场管理者提供实用的防控策略参考。
一、病原特点
细小病毒科概览
细小病毒科分为浓核病毒亚科与细小病毒亚科，后者包含依赖病毒属、红病毒属、阿留申貂病毒属、细小病毒属、博卡病毒属及PARV4-like病毒属。猪细小病毒（PPV）属于细小病毒属，与牛细小病毒、绵羊细小病毒、犬细小病毒等同属。根据基因型差异，PPV可分为至少六种亚型，其中PPV1型是引发母猪繁殖障碍的典型代表，且唯一成功分离。PPV1型对环境具有极强抵抗力，常规消毒剂难以有效杀灭，需采用乙醛、高浓度次氯酸钠或7.5%过氧化氢等强效消毒剂。
1.1 病毒分类与形态
PPV属于细小病毒科(Parvoviridae)、细小病毒属(Parvovirus)，细小病毒属主要包括猪细小病毒(PPV )、犬细小病毒(Canine parvovirus，CPV)、鹅细小病毒(Goose parvovirus，GPV)、猫泛白细小病毒(Feline white parvovirus，FPV)、人细小病毒B19(Human parvovirus B19)等，各病毒之间具有较高同源性。PPV属于无囊膜病毒，直径25 nm，由病毒衣壳蛋白和基因组DNA组成，病毒衣壳呈20面体等轴对称结构。成熟的PPV病毒粒子呈现六角形对称结构，病毒衣壳结构的核心是3种对称轴：3重轴､5重轴和2重轴，围绕对称轴分别形成了“突起”､“峡谷样”､和“酒窝样”结构，5重轴的顶端处形成有一个孔道，是病毒基因与外界交流的通道。
1.2 PPV病毒基因组
PPV是自主复制型单股负链DNA病毒基因组全长约5 000 bp。基因组两端各有120~200 bp的回文序列，在3′端形成一个“Y”形发卡结构，在5′端形成一个“U”型发夹结构，这两种发卡结构与病毒的复制密切相关。PPV基因组含有2个启动子p4､p38和2个开放阅读框(ORF)。p4启动子在PPV感染细胞后首先启动，驱动R1､R2转录本的合成和5′端Cap结构的形成，并合成NS1和NS2蛋白。NS1蛋白与启动子p38结合，并合成R3转录本和Cap结构，R3转录本通过选择性剪接编码VP1或VP2和SAT蛋白。PPV ORF1编码非结构蛋白NS1和NS2，大小分别为84 ku和18 ku，这两个蛋白均参与了病毒DNA的复制和调节。其中，NS1蛋白参与ATP结合、水解等酶促反应，具有解旋酶功能，同时该蛋白与p38启动子结合调节病毒DNA转录。
1.3 PPV衣壳蛋白
ORF2编码PPV的衣壳蛋白VP1、VP2蛋白分子量分别为83 ku和64 ku。衣壳蛋白VP1和VP2具有共同的C端氨基酸序列，VP2蛋白由VP1蛋白通过mRNA选择性剪接而产生[8]。因此，VP1蛋白的N端氨基酸序列与VP2蛋白完全相同，另外包括一段的150aa序列。衣壳蛋白VP3是VP2蛋白翻译后修饰的产物，由VP2蛋白N端水解约25aa后产生，大小约60 ku。VP1蛋白参与病毒感染，其构象结构的改变对PPV的感染具有重要影响。VP2蛋白与受体的识别､病毒吸附､进入等关系密切，且单独的VP2蛋白，具有自组装形成病毒样颗粒(virus-like particles，VLP)的特性，具有凝血活性，可诱导机体产生免疫保护性应答[9]。VP3蛋白作为衣壳蛋白的支架，参与VLP的形成和维持病毒的稳定性。
VP2蛋白是PPV的主要衣壳蛋白，在病毒衣壳中占60％以上，含有病毒重要的中和抗原表位，是主要的免疫原性蛋白。有人筛选12株识别PPV和PPV VP2蛋白的特异性单克隆抗体，其中6株为识别线性B细胞表位的单抗，6株为识别构象型表位的单抗，且2株构象型单抗8E11和10A9具有中和标准毒株PPV 7909的能力，中和效价可达到1∶2 048和1∶1 024[10]。该研究对PPV VP2蛋白的线性B细胞抗原表位进行鉴定，发现[8-9]ESGVAGQMV97是抗体识别的一个优势表位。丙氨酸突变研究结果显示，89E､90S､91G､92V和94G是参与抗体识别的关键氨基酸位点。该表位位于病毒衣壳表面，具有较高的抗原指数，但亲水性较弱，在91G､92V和93A处容易发生突变。
二、流行病学
1. 全球与国内疫情现状
PPV1在全球猪场普遍存在，无论免疫状况如何，高达80%以上的猪场可检测到病毒。研究显示，PPV1具有单一血清型，但存在五类生物型别，如NADL-8强毒株、NADL-2弱毒株（常用作疫苗株）、Kresse皮炎型强毒株、IAF-A83肠炎性强毒株以及呼吸道型毒株。病毒可在多种组织中高量复制，尤以子宫内含量最高，且感染猪只可长时间排毒，成为重要传染源。
中国种猪场PPV感染形势严峻，场阳性率常达80%以上，公猪精液检出率亦居高不下。母猪虽可能通过免疫获得一定保护而不显现出繁殖障碍，但低滴度抗体无法有效阻止感染与排毒，病毒持续循环成为常态。
2. 新基因型挑战
近年来，“新”基因型PPV（如德国分离的PPV 27a变异株）的出现对现有防控策略构成威胁。新基因型病毒抗原表位变异，导致旧疫苗株交叉保护力减弱，且可能存在免疫逃避机制。这警示我们，若不强化防控与净化工作，病毒变异加速将加大养殖场风险。
2.1 PPV 的传播
PPV在全世界广泛分布无明显发病季节可感染各品种和年龄段的猪，后备母猪的发病率高于经产母猪。该病的传染源主要是发病猪的粪便､分泌物､尸体，发病公猪的精液，被污染的饲料､水和用具等。
PPV在环境中高度稳定，患病猪的猪舍在空置数月之后仍能引起病毒扩散[。PPV患病猪的血清､肝､肺､腹股沟淋巴结､脾和肾脏均可检测到病毒核酸[。豚鼠也是PPV的易感动物，感染病死率可达100％。
2.2 PPV 感染的临床特征
PPV感染的主要临床症状是初产母猪的流产死胎和木乃伊胎等，其次是仔猪的肠炎､呼吸道病变等；亚临床感染与动物的性别和年龄无关，但可在初次感染后5～10 d内观察到中度的､短暂的淋巴细胞降低[。依据PPV致病力的差异，将PPV毒株划分为4类[：
①PPV弱毒株，以NADL-2为代表，口服无法穿过母猪的胎盘屏障，不会形成病毒血症，是相对安全的弱毒疫苗株；
②PPV强毒株，如NADL-8､IAF-76，能穿过胎盘屏障，引起病毒血症从而导致胎儿感染PPV；
③仔猪皮炎型毒株，如Kresse株；
④肠炎型毒株，与仔猪的肠道病变密切相关。
PPV感染通常不能在育肥猪上引起明显的临床症状，但是胎儿的病变程度和感染结果取决于母猪感染时的妊娠日龄和毒株种类。流行病学研究表明，PPV感染的时间点位于母猪怀孕日龄70d之前，会导致母猪生殖失败；70 d后感染，仍存在胎盘感染的可能性，但胎儿由于受到母源抗体的保护，通常在感染后可存活。怀孕母猪通过自然或口服的途径初次感染PPV，病毒垂直传播到胎儿需要12～18 d，而通过肌肉注射病毒感染的时间则更短[15]。因此，妊娠56 d后母猪感染PPV通常不会对胎儿造成损伤。除了感染时间，毒株的毒力与胎儿的病变程度密切相关，NADL-2和PPV-IDT等低致病性毒株，不会穿过胎盘屏障，因此不能像高致病性毒株直接检测到对仔猪的危害或者危害较小。口服NADL-2毒株无毒性，但直接注入到子宫内会导致胎儿死亡[16]。目前，PPV如何通过胎盘屏障的机制尚不清楚，初步分析可能是巨噬细胞穿过猪上皮绒毛膜后经胎盘感染胎儿。
三、发病特点
PPV主要引发母猪繁殖障碍，表现为不发情、空怀、流产、返情、产死胎、木乃伊胎、产弱仔等，以低胎次母猪发病为主，但在特定条件下高胎龄母猪亦受影响。病毒感染母猪后，经过一定潜伏期再感染胎儿，不同妊娠阶段的感染导致各异的临床表现。此外，PPV还与仔猪非化脓性心肌炎、皮炎、肠炎等关联，常与其他病原混合感染。
四、疾病诊断
诊断PPV病需结合临床症状、血清学与病原学检测。临床诊断主要依据母猪繁殖异常与仔猪病理变化。血清学检测中，ELISA法已替代传统的血凝抑制实验（HI），成为主流检测手段，但区分免疫与感染抗体仍存难度。建议通过成对母仔血清抗体变化、吃初乳前仔猪及死亡胎儿血清抗体检测辅助诊断。病原学检测首选流产胎儿脏器组织，注意避免假阳性的可能，并确保采样量充足。
五、疫苗应用
1. 现有疫苗产品
全球范围内，灭活疫苗是防控PPV的主流选择，国内仅使用灭活疫苗，如以PPV CP-99、S-1、BJ-2、WH-1株等为抗原的疫苗产品。市场数据显示，国内多家企业参与PPV疫苗生产，其中头部企业市场份额占比显著。
2. 免疫策略与效果考量
虽然PPV只有一个血清型，但不同疫苗株诱导的抗体水平差异明显，如NADL-2株与IDT株对比中，前者显示出更高的中和抗体水平与HI值。选择疫苗时应考虑佐剂质量、免疫安全性与效果。猪场应基于疫苗实际效果定制免疫程序，对于优质疫苗可每56个月免疫一次，效果稍逊者缩短至34个月。所有种猪应在配种前完成免疫，以降低疾病发生率、缩短繁殖周期并提升生产效率。鉴于公猪精液传播风险，建议公猪每年免疫2~3次。
六、防控策略与市场前瞻
面对PPV持续流行与新基因型挑战，猪场应采取以下综合防控措施：
疫苗接种优化：选用高效、针对性强的疫苗产品，定期评估免疫效果，适时调整免疫策略。例如，针对当前市场上的PPV疫苗，如XX生物科技公司推出的PPV-OptiVaxTM，其采用先进的基因工程技术，针对新基因型病毒进行了优化设计，具有更强的抗原性与免疫原性，值得猪场考虑。
2.1 PPV 灭活疫苗
2010年至今我国共批准6个PPV疫苗的新兽药注册申请，全部是灭活疫苗。PPV灭活疫苗是由非致病性PPV毒株经福尔马林，β-丙内酯和N-乙酰乙烯亚胺(N-acetyl ethylenimine，AEI)等进行灭活处理后，与佐剂乳化后制备而成。PPV灭活疫苗具有特异性抗体水平高､免疫效果好､容易保存和运输等优点，但病毒培养周期长､对生产场地和设备要求较高。用AEI灭活PPV L毒株病毒，终浓度为0.02％的AEI溶液，在30 ℃条件下灭活72 h为最佳条件[17]。对PPV L毒株经AEI灭活后制备疫苗的稳定性进行研究，疫苗在2~8 ℃环境中保存24个月，免疫豚鼠进行效力检测，血凝抑制(HI)效价不低于1∶64[18]。PPV灭活疫苗虽然可诱导靶动物猪产生有效的抗体，预防母猪及仔猪免受同源或异源PPV的感染，但不能有效阻止或降低病毒的脱落，使猪群长期处于带毒状态。
2.2 PPV弱毒疫苗
用无致病力的PPV弱毒株或毒力致弱的强毒株制备的疫苗，弱毒疫苗具有免疫效力强､产生抗体快，但是不易保存､存在毒力返强等生物安全风险。临床上曾使用的PPV弱毒株为NADL-2株，该毒株是经54次传代后制备而成，该毒株注入猪体后，不会使母猪产生病毒血症，只有直接注射到母猪子宫中才会造成胎儿感染；不同的给药途径会影响病毒的增殖，直接肌肉注射，PPV会在母猪体内增殖，而口服NADL-2弱毒疫苗，不会出现病毒增殖的现象。弱毒疫苗曾经在PPV的防控中发挥重要作用，但近年来随着疫苗技术的发展逐渐被灭活疫苗取代。
2.3 PPV VLP疫苗
2016年至今，国内已有6个PPV VLP疫苗获得临床试验，VLP疫苗是由病毒的一种或多种衣壳蛋白自行组装的空衣壳，具有病毒粒子的形态结构，但是缺乏感染所需的核酸，可诱导高水平的体液免疫应答。通过引入伴侣蛋白Tf2，将Tf2与VP2在大肠埃希氏菌中共表达，正确折叠的VP2蛋白可形成VLP，可诱导小鼠和豚鼠产生特异性PPV的抗体，刺激IL-4､IFN-γ的分泌，并可有效降低豚鼠的带毒量，保护豚鼠免受PPV的感染。大肠埃希氏菌蛋白表达系统蛋白表达量高､操作简单､生产成本低，是制备PPV亚单位疫苗的首要选择。
VLP的组装效率和稳定性对VLP疫苗的免疫效果影响巨大。用截短突变和定点突变对影响PPV VLP组装的关键氨基酸和中间体形态进行研究。结果显示，VP2蛋白N端前47个氨基酸的缺失对VLP的组装没有影响，第48天冬酰胺(Asn，N)的缺失则使VP2蛋白丧失自组装能力。定点突变的结果发现，N47K降低了PPV VLP的组装效率，而N48K对PPV衣壳的稳定性､HA活性和自组装特性产生破坏性影响。蔗糖密度梯度离心的结果发现，关键氨基酸位点的缺失或突变会影响或破坏与PPV VLP组装密切相关的中间体的形成。Native PAGE的研究结果进一步表明，N48K不会影响VP2蛋白低聚物的形成，但是破坏了低聚物组装成大分子聚合物的能力。重组PPV VLP疫苗具有免疫保护效果好､生产成本低､生物安全性高等优势，成为PPV新型疫苗的研究热点。
2.4 核酸疫苗
核酸疫苗是将编码某种抗原的外源DNA或RNA直接接种到动物体内，依靠动物自身的表达系统对抗原进行表达并诱发特异性的免疫应答。用脂质体转染法将IBRS-2细胞中表达的PPV VP2免疫小鼠，14 d的小鼠血清中可检测到PPV特异性抗体，且未从小鼠的心､肝､脾､肺､肾和脑等组织DNA中扩增到VP2基因。用HEK293T细胞转染重组含有PCV的T细胞表位和PPV VP2基因的pcDNA3.1质粒，确定表达后以10 μg/只进行免疫，小鼠可产生针对PCV和PPV的特异性抗体，且促进了小鼠T淋巴细胞的增殖。随着新型冠状病毒肺炎mRNA疫苗的成功和和核酸疫苗递送技术的进步，动物用核酸疫苗的研究也逐渐成为热点。
3、生物安全强化：严格执行生物安全规程，使用高效消毒剂定期消毒，尤其是公猪站及母猪产房，阻断病毒传播链。推荐使用如YY兽药公司生产的ZetaCleanTM系列消毒剂，其高效广谱，对包括PPV在内的多种猪病病原体具有优异的杀灭效果。
4、监测与净化：建立完善的猪群健康监测体系，定期开展血清学与病原学检测，对阳性猪只进行隔离或淘汰，力争实现猪群净化。可借助ZZ诊断技术公司的SmartDiagnostics®平台，提供精准、快速的PPV检测服务，助力猪场实时掌握猪群健康状况。
营养与健康管理：改善饲养条件，加强营养管理，提高猪只免疫力，降低感染风险。选用AA饲料集团出品的Immunoboost饲料添加剂，富含免疫增强成分，有助于提升猪只抵抗力，配合疫苗接种，双重保障猪群免受PPV侵袭。
4 PPV防控策略与市场前瞻
4.1 PPV 检测
检测PPV抗原抗体的方法有病原学检测血清学诊断和分子生物学诊断等。当猪场内初产母猪出现多次发情､延迟分娩且伴随着木乃伊胎儿和产仔量减少时，需要及时开展PPV检测。分离提取病毒DNA检测PPV的早期感染，但操作复杂､易受病毒感染时间和毒力的干扰，临床上应用较少。血清学诊断包括检测PPV抗体的血凝抑制试验(hemagglutination inhibition，HI)､病毒中和试验(virus neutralization test，VN)､酶联免疫吸附试验(enzyme-linked immunosorbent assay，ELISA)；检测抗原的血凝试验(hemagglutination，HA)､间接免疫荧光技术(indirect immuno-influscent assay，IFA)等[。其中，HA和IFA是实验室最常用的检测PPV方法，首先用HA对PPV进行初步检测，其次应用IFA确定病毒的感染。HI､VN和ELISA等可用于血清样品中PPV抗体的检测。HI是基层兽医人员检测PPV抗体最经典的方法，但无法区分免疫猪群和PPV野毒株感染的猪群；ELISA是最常用的检测血清样品中PPV抗体的方法，灵敏度高，同时可区分灭活疫苗免疫猪群和PPV野毒株感染的猪群[24]；VN检测需要进行细胞培养，相对繁琐，常用于实验室研究。分子生物学诊断包括常规的聚合酶链反应(polymerase chain reaction，PCR)检测､核酸探针技术､单克隆抗体技术等。通过分析PPV的序列，找到其保守区域后设计引物，建立稳定的､灵敏的PCR､实时荧光定量(real-time PCR)检测方法。
4.2 生物安全
猪场应坚持自繁自养的原则需要引进种猪时应从具有«种畜禽生产经营许可证»的种猪场引进。种猪到场后，隔离饲养40～60 d，按既定程序进行免疫接种，确定无疫病后方可混群饲养。重视猪的饲养环境管理工作，对猪的饮食环境定期消毒，防止病原微生物流行。尽量避免外来人员及车辆进入场区，需要进入的外部车辆和人员应严格遵守消毒管理规则，清洗消毒后方可进入。饲养人员实行封闭管理模式，不接触或食用外部新鲜猪肉及猪肉制品。
5 小结与展望
猪细小病毒主要引起繁殖障碍，是危害养猪业生产的一大难题。猪细小病毒病没有特效的治疗措施，只能靠疫苗接种来防控。因此，要重视日常管理，适时接种疫苗，发现病例要及时隔离消毒，切断病毒传播途径。随着分子生物学技术和基因工程技术的不断发展，PPV新型疫苗研制已经取得了很大进展，将来必将研制出安全､高效､廉价的新型基因工程疫苗。
